Practicum 15 - D Flashcards Preview

Digestie > Practicum 15 - D > Flashcards

Flashcards in Practicum 15 - D Deck (24):
1

Bij het identificeren van eieren/(oö)cysten in een fecespreparaat maakt u gebruik van verschillende gegevens. Noem vijf belangrijke stukjes informatie die u als dierenarts moet hebben (of moet geven aan een laboratorium) om zo gericht mogelijk tot een identificatie te komen.

Diersoort
Leeftijd
Klinische verschijnselen
Moment in jaar
Leefomstandigheden
(Behandeling)
(Tijd van afnemen)

2

Als u naar wormeieren of protozoaire (oö)cysten kijkt, welke kenmerken daarvan maken onderdeel uit van een identificatie?

Grootte
Vorm
Inhoud en kleur
Dikte van de wand
Structuren in de wand

3

Wat is het belangrijkste verschil tussen CSF en McMaster methode?

CSF is kwalitatief (kan semi-kwantitatief worden door een protocol) en de McMaster is kwantitatief

4

Welke van beide technieken (CSF of McMaster) is het gevoeligst?

CSF heeft een gevoeligheid van 2 eieren per gram en de McMaster heeft een gevoeligheid van 50 eieren per gram. CSF is dus 25 keer gevoeliger.

5

In beide technieken worden verschillende flotatiemedia gebruikt. Wat is het verschil tussen beide flotatie media?

Bij CSF wordt een suikeroplossing gebruikt. Dit heeft een hele hoge dichtheid. Alle eitypen komen naar boven drijven. De McMaster gebruikt een verzadigde zoutoplossing (NaCl). DIt heeft een minder hoge dichtheid (1,2) waardoor er geen eieren van trematoden en trichuris komen bovendrijven.

6

Voor welke parasitaire infecties gaat u de McMaster techniek vooral gebruiken en waarom?

Voornamelijk voor het vinden van strongylusstype eirenen bij LH en paarden en cystostominae, haemonchius, ostertagia. Bij kippen gebruik je het ook voor Eimeria. Je gebruikt hem in ieder geval niet voor de trematoden en de trichuris!

7

Heeft het zin om in het geval van lintworminfecties de McMaster techniek te gebruiken?

Nee. Lintwormeieren komten naar buiten in proglottiden. Deze komen als een cluster in de feces en zitten dus niet homogeen door de feces verspreid. Als je dan feces afweegt, is er een grote kans dat er geen proglottid in zit.

8

Kun je aarsmaden vinden met de McMaster?

Nee, maar ook niet met CSF. Aarsmaden leggen eieren in het perianale gebied en komen niet in de feces.

9

Bij welke parasitaire infecties (in het algemeen) is het noodzakelijk om de CSF methode te gebruiken en niet de McMaster methode?

- Trematoden
- Zoönotische parasieten (goede detectie, bijvoorbeeld toxocara)
- Hele pathogene die weinig eieren leggen
- Bij in quarantaine gehouden dieren

10

Het komt regelmatig voor (mede afhankelijk van diersoort) dat u wormeieren of (oö)cysten vindt in een fecesmonster waar u die absoluut niet verwacht. Geef enkele verklaringen waarom dit kan.

- Poep eten (passant)
- Prooidieren
- Contaminatie van omgeving (feces niet zuiver)
- Na ontworming nog enige dagen uitscheiding van wormen.

11

Het komt voor dat u geen wormeieren of (oö)cysten vindt, terwijl u die (misschien) wel verwacht. Geef enkele verklaringen voor zulke onverwacht negatieve fecesmonsters.

- Verkeerde uitvoering
- Prepatente periode
- Intermitterende uitscheiding
- Inhibitie
- Fecesmonster lang bewaren

12

Op het practicum is er geoefend met twee technieken, de CSF en de McMaster methode. Welke mogelijkheden zijn er nog meer om feces te onderzoeken op stadia van parasieten?

- Baermann (longwormen)
- Plakband
- Natief preparaat
- Zien: rode wormen en proglottiden

13

Wat heb je nodig voor de McMaster?

1. McMaster telraam
2. Een weegschaal tot 0,2 gram exact
3. Falconbuisje met schroefdop
4. Een gesatureerde zoutoplossing

14

Hoe voer je de McMaster uit?

1. Neem 3 gram feces in een falconbuis (afwegen).
2. Doe 42 mL gesatureerde zoutoplossing in een falconbuisje.
3. Doe de gesatureerde zoutoplossing bij de feces.
4. Homogeniseer door zwenken.
5. Stop de oplossing door een T-strainer in een container.
6. Duw met “pessel” aan.
7. Giet het filtraat terug in de falconbuis.
8. Sluit de buis en zwenk hem om.
9. Verwijder de dop en pippeteer vanaf het midden in de buis.
10. Vul één kant van het telraam met een pasteuse pipet.
11. Herhaal stap 8, 9 en 10 voor het tweede raam.
12. Laat de slide 2 minuten staan.
13. Bekijk de slide onder een microscoop, stel scherp op lijn.
14. Tel de eieren in ieder compartiment met een 10X10 vergroting.

15

Wat onderzoek je met de McMaster methode?

Techniek voor kwanitatief fecesonderzoek op aanwezigheid van parasieten.

16

Waarom wil je feces kwantitatief onderzoeken?

- Indien er een sterk verband bestaat tussen mate van ei-, (oo)cyste-, of larvenuitscheiding en ziekte.
- In het kader van monitoring.
- In het kader van controle op anthelminticumresistentie.

17

Beschrijf het protocol van de McMaster in 10 stappen.

1. Weet 3 gram feces af in 50 ml Falconbuis. Indien harde keutels weeg af in een bakje en gebruik een stamper (mortier en vijzel) om de feces in suspensie te brengen.
2. Voeg 42 ml verzadigde NaCl uit de Falconbuis toe aan buis of bakje met feces en breng feces in suspentie met spatel of met mortier en vijzel.
3. Voeg kleine hoeveelheid NaCl uit de falconbuis toe aan buisje of bakje met feces en breng feces in suspensie met spatel of mortier en vijzel.
4. Giet suspensie over een grove zeef in rode koker of bakje, en spoel na met restant van de 42 ml zoutoplossing.
5. Giet inhoud rode koker (of bakje) terug in 50 ml Falconbuis.
6. Sluit Falconbuis goed af, zwenk zodanig dat de buis ca. 10x ondersteboven en weer terug gaat (niet hard schudden).
7. Verwijder dop, zuig vloeistof met pipet op (pipetpunt op ca. de helft van buis plaatsen) en vul snel compartiment met de MxMaster telkamer.
8. Sluit Falconbuis opnieuw af, zwenk opnieuw en vul tweede compartiment.
9. Leg telkamer bij microscoop en wacht minimaal 1 minuut (eren moeten gaan drijven). Maak in deze tijd vast alles schoon voor hergebruik.
10. Leg telkamer onder microscoop en stel scherp op raster en luchtbelletjes onder de 4x objectief. Draai daarna de 10x objectief voor en doe eitelling door elk laantje van het gehele raster systematisch af te lopen. Binnen het totale kader is het volume 0.15 ml.

18

Wat is het EPG bij de McMaster?

Het EPG (eieren per gram) is het aantal getelde eieren vermenigvuldigd met 50. Immers: het volume van de telkamer onder het kader is 0.15 ml. Er is 3 gram gesuspendeerd in 45 ml. Dit is gelijk aan 1 gram in 15 ml. Per kader is dus 1/100 deel van 1 gram. Er worden echter twee kaders geteld (dit dient ook als interne technisce controle).

19

Waarvoor wordt de CSF methode gebruikt?

Dit is een veel gebruikte methode om wormeieren of (oo)cysten zo schoon mogelijk en zo geconcentreerd mogelijk te isoleren uit een fecesmonster. Het staat voor Centrifuge Sedimentatie Flotatie methode. Deze methode is naast kwalitatief ook kwantitatief te gebruiken.

20

Welke specifieke materialen heb je nodig voor de CSF?

- Centrifuge
- Weegschaal (accuraat tot 0.1 gram)
- Afgeplatte, 12 mm centrifugebuizen
- Glucose-oplossing

21

Hoe voer je de CSF methode uit?

1. Homogeniseer 3 tot 5 gram feces in ongeveer 15 ml water met behulp van een stamper.
2. Giet de fecale oplossing door de thee zeef in de rode beker.
3. Controleer de feces op de thee zeef op wormen en proglottiden.
4. Gebruik afgeplatte centrifugebuisjes.
5. Homogeniseer de suspensie en vul 2 centrifugebuisjes tot ongeveer 0.5 centimeter van de top.
6. Zet de buizen in de centrifuge. Centrifugeer voor 1 tot 2 minuten op 3000 rondjes per minuut.
7. Schenk het supernatant af.
8. Vul een kwart tot een derde van de buis met de suikeroplossing. Roer goed.
9. Voeg suikeroplossing toe tot net onder het randje.
10. Vanaf nu zijn er 2 methodes om verder te gaan.
11. Bekijk de slide systematisch onder de microscoop met een vergroting van 100 tot 400.

22

Beschrijf methode 1 van de CSF methode

1. Zet de buisjes terug in de centrifuges en voeg meer suikeroplossing toe.
2. Leg een dekglaasje op de buisjes en duw licht met de nagel.
3. Centrifugeer opnieuw 2 minuten op 3000 rondjes per minuut.
4. Verwijder de dekglaasjes verticaal en plaats ze op een objectglaasje.

23

Beschrijf methode 2 van de CSF methode

1. Zet de buisjes terug in de centrifuges maar voeg niet nog meer suikeroplossing toe.
2. Centrifugeer 2 minuten op 3000 rondjes per minuut.
3. Haal de buisjes eruit en zet ze in een kratje.
4. Leg een dekglaasje op de buis en laat het 5 minuten zitten
5. Verwijder dekglaasje verticaal, leg op het objecglas.

24

Geef het protocol van de CSF methode in 12 stappen

1. Maak van het te onderzoeken fecesmonster een suspensie in water. Bij harde keutels hierbij vijzel en mortier gebruiken. Gebruik niet te veel water, want dat maakt de suspensie erg dun. Gebruik ook niet te weinig water, want dat maakt de suspensie te dik. Ruwweg per theelepelhoeveelheid feces ca. 20 ml en afhankelijk van dikte wat water bijvoegen.
2. Giet de suspensie over grove zeef (theezeef) in koker of bakje.
3. Roer de gezeefde suspensie om want de eieren liggen op de bodem. Met de gezeefde suspensie wordt een centrifugebuis gevuld. Plaats de buis in de centrifuge. Zorg ervoor dat er altijd twee buizen tegenover elkaar staan.
4. Laat de centrifuge gedurende 2 minuten draaien met 3000 toeren per minuut.
5. Giet het supernatant af door de buis met een langzaam draaiende beweging op zijn kop te zetten en weer terug rechthouden.
6. Vul de buis voor de helft bij met een NaCL- of suikeroplossing. Suspendeer het sediment met een spatel of m.b.v. vortex apparaat.
7. Zet de buis weer in de centrifuge en vul de buis bij zodat er een kleine bolle meniscus ontstaat (opmerking: de buis kan ook eerst gevuld worden tot een bolle meniscus en dan in de centrifuge worden gezet).
8. Leg een dekglas op de meniscus zodanig dat dit dekglas tijdens het centrifugeren de klauw van de centrifuge niet kan raken. Druk het dekglas met de nagel iets aan.
9. Centrifugeer opnieuw op dezelfde manier als bij stap 4.
10. Haal het dekglas rechtstandig van de buis en leg het op een voorwerpglas.
11. Maak alles eerst schoon voordat je begint met stap 12.
12. Zoek het preperaat systematisch af op eieren of (oö)cysten onder de lichtmicroscoop.