00 Laboratorio AP Flashcards
¿Cómo enviar la muestra?
Si es un cilindro solo:
- Una vez que la muestra se extrae, colocarla en un frasquito que contenga solución fisiológica fría (enfriada en heladera común; 4° C).
- Luego colocar el frasco con el material en un recipiente de telgopor, con hielo o gel refrigerante. Nunca poner el frasquito en hielo seco porque se congela y el tejido se quema.
- Enviar a Patología cuanto antes sin interrumpir la Cadena de frio.
Otra opción:
- Colocar la muestra en papel de aluminio y envolverla bien
- Colocarla luego en un recipiente de telgopor con hielo seco
- Este método es aconsejable cuando va a estar fuera de la heladera muchas horas, a temperatura elevada y no se puede reponer el hielo o gel durante el viaje (el hielo común se derrite rápido y el gel también pierde el frío).
Si son dos cilindros:
• Enviar uno en solución fisiológica fría para inmunofluorescencia siguiendo las indicaciones anteriores
• Y el otro cilindro en formol buffer 10% para la microscopía óptica
Proceso para IF
Una vez en el laboratorio de patología:
- Congelar el tejido en criostato
- Efectuar 6-8 cortes de 3 a 5 um de espesor
- Cada corte se colocará en un portaobjetos común o con adhesivo (si tienen).
- Cada vidrio se utiliza para realizar una técnica. Habitualmente IgG, IgA, IgM, C1q, C3, fibrinógeno y cadenas livianas kappa y lambda.
Procesamiento del material para MO
Una vez que se efectuaron los cortes del material fresco congelado para IF, se lo descongela en la misma solución fisiológica en la que fuera enviado y se lo fija en formol buffer 10%, para hacerle el procesamiento de inclusión en parafina de rutina. El procesamiento del material incluye 5 pasos:
- Fijación
- Deshidratación e inclusión
- Corte
- Tinción
- Montaje
Tinciones de rutina para MO
- Hematoxilina-eosina
- PAS
- Tricrómico de Masson
- Metenamina plata
Hematoxilina-eosina
Acidófilo: matriz extracelular (membranas basales y matriz mesangial)
Basófilo: núcleos
Técnica de PAS
Estructuras PAS positivas: membranas basales (capilares, tubulares, cápsula de Bowman), matriz mesangial. Hialinosis, esclerosis, cilindros hialinos
Tricrómico de Masson
Azul: fibras de colágeno (fibrosis esclerosis), membranas basales, matriz mesangial
Rojo: citoplasma, depósitos de inmunocomplejos, músculo, glóbulos rojos, fibrina
Azul violeta/marrón rojizo: núcleos
Técnicas argénticas
- Metenamina plata (MP)
- Técnica de Jones (MP+PAS)
Existen varias tinciones argénticas que utilizan metenamina, entre las que se encuentra la Tinción de Jones (metenamina-plata + ácido periódico de Schiff) que tiñe las membranas basales, permitiendo ver detalles de la misma, ej. espículas y dobles contornos.
Depósitos de inmunocomplejos: se ven rosados con estas técnicas.
La esclerosis (segmentaria o global) se ve de color oscuro con esta técnica.
Técnicas para amiloide
ROJO CONGO
Microscopio óptico: el amiloide se destaca por su coloración naranja
Luz polarizada: el amiloide toma una colocación verde manzana.
TIOFLAVINA T
Inmunofluorescencia → ¿Qué se deposita?
IgG, IgA, IgM, C1q, C3, Fibrinógeno, cadenas Kappa y lambda
Inmunofluorescencia → ¿Dónde se deposita?
- Glomérulo: en pared capilar (parietal), en el mesangio (mesangial), ambos
- Túbulos: membranas basales tubulares
- Paredes vasculares
Inmunofluorescencia → patrones y mecanismo fisiopatogénico
- Depósito de inmunocomplejos: granular
- Anticuerpos anti-MB: lineal
Procesamiento para microscopía electrónica
Al momento de la biopsia, debe separarse aproximadamente 1 mm de la muestra de tejido renal para la microscopía electrónica.
La muestra destinada para ME debe ser fijada en glutaraldehído con postfijación en tetróxido de osmio, e inclusión posterior en resina sintética
Antes de la observación con el microscopio electrónico se deben hacer cortes semifinos (1um) de control para tener una visión panorámica y poder escoger las áreas apropiadas para el estudio ultraestructural. Estos cortes se tiñen con azul de toluidina-fucsina y se observan con microscopio de alta resolución. Posteriormente, se realizan cortes ultrafinos (60 nm) de las áreas seleccionadas, que se colorean con acetato de uranilo y plomo y son estudiadas con un microscopio electrónico de transmisión.
Aplicación de la microscopía electrónica en biopsias renales
- Alteraciones del podocito
- Detección y localización precisa de depósitos inmunes
- Evaluación de membranas basales
- Caracterización de depósitos fibrilares
- Acumulaciones e inclusiones patológicas
- Mesangiolisis
- Alteraciones de la pared capilar
- Diagnóstico de glomerulopatías dobles
